FAQ

答：可能的原因有：

1、IHC实验一抗和二抗不兼容；

2、没有足够的一抗与目的蛋白结合；

3、抗体可能不适用于IHC，因为其可能无法识别蛋白的天然(3D)形式；

4、一抗/二抗/信号放大试剂盒可能因储存不当、稀释不当或多次反复冻融而失去活性；

5、该蛋白不存在于目标组织中；

6、目的蛋白在组织中含量并不丰富；

7、二抗未避光保存（进行荧光检测时）；

8、脱蜡可能不充分；

9、固定步骤可能会改变抗体识别的抗原表位；

10、抗体不能穿透蛋白所定位的细胞核（核蛋白）；

11、PBS缓冲液被细菌污染，细菌会破坏目的蛋白上的磷酸基团（磷酸化蛋白）；

12、抗原修复不全，对于甲醛固定的组织必须用充分抗原修复来打开抗原表位，以利于与抗体结合。

1、一抗/二抗浓度可能过高；

2、内源性过氧化物酶具有活性；

3、使用与染色组织相同种属来源的一抗（例如在小鼠组织上使用小鼠一抗）。应用二抗时，由于二抗是靶向组织种属的，与组织中的免疫球蛋白或蛋白的Fc片段结合；

4、切片/细胞已干燥；

5、一抗用多克隆抗体易出现非特异性着色；

6、非特异性组分与抗体结合。

1、抗原修复方法可能过于苛刻；

2、组织可能未充分固定；

3、组织切片从载玻片上脱落（冰冻切片）；

4、组织切片撕裂或折叠，或切片下方可见气泡；

5、组织形态难以分辨；

6、组织自溶。

1、没有对非特异性结合进行封闭或封闭不充分；

2、一抗浓度可能过高；

3、孵育温度可能过高；

4、二抗可能存在非特异性结合；

5、组织洗涤不充分；仍然存在固定剂；

6、内源性过氧化物酶具有活性；

7、固定步骤导致自发荧光（如果使用荧光检测）；

8、组织内自发荧光（如果使用荧光检测）；

9、信号放大过多（间接检测技术）；

10、底物过多（酶检测）；

11、色原与组织样品中存在的PBS反应（酶检测）。

答：可能的原因包括培养基质量、血清质量、温度、pH值、气体比例等。

解决方法有：
1. 使用高质量的培养基和血清，确保其无菌、无支原体污染，并保证在保质期内使用；
2. 培养箱温度和气体比例要保持稳定，定期校准；
3. 每天检查并记录细胞培养的环境参数，如温度、pH值、气体比例等，以便及时发现问题；
4. 定期更换培养基，保持细胞营养充足；
5. 对于生长缓慢的细胞株，可以尝试进行克隆筛选或更换培养基。

答：细胞形态异常可能是由于支原体污染、有毒物质释放、营养不足等原因引起的。
解决方法有：
1、定期进行支原体检测，确保细胞无支原体污染；
2、检查培养基和血清的质量，避免使用过期或劣质的试剂；
3、观察细胞形态，发现异常及时采取措施，如更换培养基或使用相应的药物处理；
4、对于有毒物质释放引起的形态异常，可以尝试降低细胞密度或更换培养基。

答：可能是由于培养条件不适、基因突变、药物作用等原因引起的。
解决方法：
1、优化培养条件，如调整温度、pH值、气体比例等；
2、观察细胞形态和生长情况，及时发现凋亡迹象；
3、对于凋亡严重的细胞株，可以尝试进行基因检测和药物筛选，以找到引起凋亡的原因。

可能原因                         解决措施是
1，标准品稀释不正确。  确保标准品按照推荐方法溶解和稀释。
2，移液不准确。            定期校准移液器并检查枪头密封性。
3，反应液蒸发。            用封板膜密封酶标板。
4，洗板不彻底。            足够的洗涤次数和加入足量洗涤液。
5，孔底有异物。            读数前清洁板底。

可能原因                         解决措施是
1，试剂反应不充分         确保孵育时间并按推荐温度孵育
2，试剂体积添加不足      检查移液器并严格按照操作步骤操作
3，稀释不正确                检查试剂稀释步骤
4，酶结合物失活             混合酶结合物和底物，通过显色反应检查

      可能原因                         解决措施是
1，酶标仪设置不正确            检查仪器波长
2，没加终止液                      加入适量终止液
3，读板时等待时间太长        及时读板